СПОСОБ ЗАСЕЛЕНИЯ КОРНЕЙ РАСТЕНИЙ КЛЮКВЫ МИКРОМИЦЕТОМ OIDIODENDRON MAIUS BARRON Российский патент 2024 года по МПК A01H4/00 

Предлагаемое изобретение относится к биотехнологии, разведению растений из тканевых культур, в частности, получению растений клюквы, корневая система которых заселена симбиотическим микромицетом Oidiodendron maius Barron, и может быть использовано в сельском хозяйстве для получения растений клюквы для промышленного и частного ягодоводства, а также фундаментальных исследований.

Клюква относится к растениям рода Vaccinium (Oxycoccus) семейства Ericaceae (Вересковые), насчитывающему около 450 видов растений. Растения этого рода произрастают в дикой природе по всему миру. Существует множество названий растений рода Vaccinium, обладающих съедобными ягодами: голубика, клюква, черника, брусника, водяника, красника и др. (Matua M.A. Vaccinium Post-Entry Quarantine Testing Manual. - New Zeland: Ministry for Primary Industries, 2016. - 38 p.). Клюква крупноплодная и клюква болотная наряду с голубикой являются единственными массово выращиваемыми коммерческими культурами этого рода.

Клюква болотная (четырехлепестная) - V. oxycoccos L. (O. palustris Pers., O. quadripetalus Gilib.) - вечнозеленый полукустарник с тонкими стеблями, мелкими кожистыми листьями и темно-красными ягодами (Жизнь растений. В 6-ти т. / Гл. ред. Ал.А. Федоров. Т. 5. Ч. 2. Цветковые растения / Под ред. Тахтаджяна А.Л. М.: “Просвещение”, 1980. 576 с.). Широко распространена по болотам, во влажных лесах, на вырубках в Евразии и Северной Америке (Помология. В 5 т. Т. V. Земляника. Малина. Орехоплодные и редкие культуры / Под ред. Седова Е.Н., Грюнер Л.А. Орел: Изд-во ВНИИСПК, 2014. 592 с.).

Клюква крупноплодная - V. macrocarpon Ait. (O. macrocarpus (Ait.) Pers.) -вечнозеленый ветвистый кустарничек с горизонтальными побегами длиной до 120 см, вертикальными - до 15 см. Растет на бедных торфяных почвах Северной Америки (Eck P. The american cranberry. New Brunswick: Rutgers Univ. Press, 1990. 420p.). От клюквы болотной отличается более крупными размерами листьев, цветков и ягод, а также плоидностью: клюква крупноплодная - диплоид, клюква болотная - тетраплоид, в связи с чем гибридизация затруднена. Клюква крупноплодная в США и Канаде была введена в культуру в первой половине XIX в. (Polashock J.J., Vorsa N. Cranberry transformation and regeneration. In: Khachatourians G.G., McHughen A., Scorza R., Nip W.K., Hui Y.H. Transgenic plants and crops. NY: Marcel Dekker, 2002. P. 383-396).

Корни растений клюквы нуждаются в симбиозе с микоризообразующими микромицетами, необходимыми для полноценного развития этих растений (Смит С.Э., Рид Д.Дж. Микоризный симбиоз. Пе. с 3-го англ. издания Е.Ю. Ворониной. Москва: Товарищество научных изданий КМК. 2012. 776 с.). Симбиотические микромицеты участвуют в регуляции экспрессии генома растения-хозяина, влияя на рост и развитие (Vujanovic V., Vujanovic J. Mycovitality and mycoheterotrophy: where lies dormancy in terrestrial orchid and plants with minute seeds? // Symbiosis. 2007. V. 44, №1-3. P. 93-99.), поглощение питательных веществ (Smith S.E., Read D.J. Mycorrhizal symbiosis. Amsterdam, Boston, Heidelberg, L., NY, Oxford, Paris, San Diego, San Francisco, Singapore, Sydney, Tokio: Acad. Press, 2008. 804 p.), устойчивость к негативным воздействиям окружающей среды, в частности, к болезням (Singh L.P., Gill S.S., Tuteja N. Unraveling the role of fungal symbionts in plant abiotic stress tolerance // Plant Signal. Behav. 2011. V. 6, №2. P. 175-191), а также участвуют в структурировании почвы и взаимодействуют с бактериями-симбионтами (Nowak J., Pruski K. Priming tissue cultured propagules. In: Low cost options for tissue culture technology in developing countries. Vienna: IAEA, 2004. P. 69-81). Наличие симбиотических микроорганизмов в корнях растений клюквы является необходимым как для диких, так и для культурных форм.

Для получения оздоровленного посадочного материала культурных растений широко используется биотехнологический метод клонального микроразмножения в условиях in vitro (Размножение плодовых растений в культуре in vitro / Н.В. Кухарчик [и др.]; под общ. ред. Н.В. Кухарчик. - Минск: Беларуская наука, 2016. - 208 с.). Все существующие на настоящий момент протоколы ввода растений в культуру in vitro предполагают их обработку стерилизующими агентами для удаления микроорганизмов, в т.ч. симбиотических, и использование в качестве исходного материала преимущественно надземных частей растений, при этом необходимые симбиотические микроорганизмы обитают в корневой системе. Соответственно, полученные микрорастения, лишенные симбионтов, предположительно, будут труднее адаптироваться к условиям ex vitro и полевым условиям. Подселение симбиотических микромицетов на последних стадиях клонального микроразмножения позволяет растениям формировать микоризу на ранних стадиях своего развития.

O. maius - это широко распространенный гифомицет, который выделяется из различных субстратов, хотя большинство изолятов выделено из корней вересковых растений (Rice A.V., Currah R.S. New Perspectives on the Niche and Holomorph of the Myxotrichoid Hyphomycete, Oidiodendron Maius. Mycological Research. 2002. V. 106, P. 1463-1467). O. maius является обычным компонентом прикорневой зоны и корней вересковых растений (Sigler L., Gibas C., Fe C. Utility of a cultural method for identification of the ericoid mycobiont Oidiodendron maius confirmed by ITS sequence analysis // Studies in Mycology. 2005. V. 53. P. 63-74).

Формирование симбиотических отношений с O. maius у растений сем. Вересковых, в том числе рода Vaccinium, облегчает адаптацию к окружающей среде, улучшает минеральное питание и повышает устойчивость к тяжелым металлам у растений-хозяев (Rice A.V., Currah R.S. Oidiodendron: A survey of the named species and related anamorphs of Myxotrichum // STUDIES IN MYCOLOGY 53. P. 83-120. 2005; Rice A.V., Currah R.S. Oidiodendron maius: saprobe in sphagnum peat, mutualist in ericaceous roots? //in Microbial Roots Endophytes, eds. B.J.E. Shulz, C.J.C. Boyle, T.N. Sieber (Berlin:Springer-Verlag), 2006. 227-246; Wei X, Chen J, Zhang C., Pan D. A New Oidiodendron maius Strain Isolated from Rhododendron fortunei and its Effects on Nitrogen Uptake and Plant Growth. Front. Microbiol. 2016. 7:1327. doi: 10.3389/fmicb.2016.01327; Daghino S., Martino E., Perotto S. Model system to unravel the molecular mechanisms of heavy metal tolerance in the ericoid mycorrhizal symbiosis // Mycorrhiza. 2016. 26. P. 263-274. doi:10.1007/s00572-015- 0675-y).

Известны способы применения симбиотических микроорганизмов для повышения биомассы и устойчивости растений зерновых культур с применением штаммов Streptomyces sp. для обработки семян, способ промышленного производства микоризованных саженцев рододендрона гор Чанбайшань, инокулянт и способ подготовки инокулянта и дальнейшей биотизации голубики для производства экологически чистых ягод.

Применение штамма Streptomyces sp., депонированного в IDАС под номером IDАС

081111-06, или культуры Streptomyces sp., где вышеуказанный штамм и культура содержат 16S рДНК с последовательностью, представленной в SEQ ID NO:6, для повышения биомассы корневых волосков, увеличения длины листа, повышения урожайности, повышения устойчивости зерновой культуры, где зерновая культура представляет собой пшеницу (RU 2723946 C2, кл. C12N 1/20; A01H 17/00; A01H 3/00; A01N 25/00; A01N 63/00; A01N 63/30, опубл. 18.06.2020 г.), где применение включает обработку семени злака указанным штаммом или указанной культурой и культивирование из семени злака растения первого поколения. Недостатком такого способа является обработка растений на стадии семян. Ягодные и многие декоративные растения преимущественно размножают вегетативными способами для сохранения сортовых признаков, не используя стадию семян, соответственно, на этой стадии их невозможно подвергнуть обработке.

Способ промышленного производства микоризованных саженцев рододендронов гор Чанбайшань (CN 103039366B, A10H 4/00, опубл. 26.02.2014 г.) включает использование ветвей родододендронов гор Чайбашань для получения новых почек для микроразмножения, питательную среду для культивирования микрорастений рододендрона, микоризацию микрорастений рододендрона путем их погружения в жидкость, содержащую симбиотические микромицеты, и дальнейшее культивирование растений на грунте, пролитом симбиотическими микромицетами. Недостатком этого способа является отсутствие информации об этапе формирования корневой системы, на котором происходит заселение симбиотическими микромицетами.

Инокулянт и способ подготовки инокулянта и дальнейшей биотизации голубики (PL 238335B1, кл. A01N63/30 опубл. 09.08.2021 г.) включает способ приготовления инокулянта, содержащего только симбионт Xylaria sp. № ККП 2073р или симбионт Xylaria sp. № ККП 2073р совместно с другими микромицетами, формирующими эрикоидную микоризу, а также способ биотизации голубики in vitro или путем добавления инокулянта в субстрат. Недостатком такого способа является отсутствие более подробной информации о микоризации in vitro и использование некоторых вариантов инокуляции на более поздних этапах формирования корней, а также трудоемкость процесса, при использовании нескольких штаммов микромицета.

Общим недостатком известных способов является то, что они нацелены на заселение симбиотическими микромицетами не клюквы, а иных видов растений.

Наиболее близким по технической сущности и достигаемому техническому результату является способ заселения корневой системы растений черники (Vaccinium myrtillus (Casarrubia S., Daghino S., Kohler A., Morin E., Khouja H.-R., Daguerre Y., Veneault-Fourrey C., Martin F.M., Perotto S., Elena M. The Hydrophobin-Like OmSSP1 May Be an Effector in the Ericoid Mycorrhizal Symbiosis // Frontiers in Plant Science. 2018. V. 9. Article 546. Р. 1-14). Способ включает внесение суспензии конидий O. maius на целлофановые мембраны, размещенные на поверхности модифицированной питательной среды Мелина-Норкранса, разлитой в чашки Петри, и помещение проростков черники, выращенных из семян, поверх суспензии конидий O. maius. Чашки Петри с проростками черники и суспензией O. maius заворачивают и помещают в климатическую камеру с фотопериодом 16/8 часов (день/ночь), интенсивностью освещения 170 μmol/m²s, температурой 23°C днем и 21°C ночью. Через 45 дней степень микоризации корней черники диким типом O. maius составляет 37% и происходит увеличение сырой массы побега на 25% и корней на 11%. Недостатком этого способа является небольшая высота чашек Петри для подселения симбионтов к корням клюквы, а также использование целлофановых мембран и суспензии конидий, что делает данный способ трудоемким и дорогостоящим. Кроме того, данный способ не адаптирован для микроклонально размноженных растений клюквы.

Следовательно, будет полезен способ, позволяющий снизить трудоемкость процесса подселения симбиотического микромицета O. maius к вересковым растениям и подходящий для заселения корневой системы растений клюквы, размноженных микроклонально.

В задачу изобретения положен упрощенный способ заселения корней растений клюквы микромицетом O. maius.

Техническим результатом от использования предлагаемого изобретения является заселение корней клюквы микромицетом O. maius на ранних стадиях развития корней растений, размноженных методом клонального микроразмножения и увеличение ряда морфометрических показателей растений - индикаторов ускорения их развития.

Поставленная задача достигается тем, что способ заселения корней растений клюквы микромицетом O. maius включает приготовление питательной среды Андерсона, или ее модификации, без или с регуляторами роста растений при нагревании, в дальнейшем приготовленную питательную среду разливают по культуральным сосудам, закрывают и автоклавируют, на полученной среде культивируют микрорастения клюквы до формирования корневой системы, стерильно вносят кусочки твердой питательной среды с мицелием микромицета O. maius, после этого микрорастения клюквы сокультивируют с микромицетом O. maius в течение 5 недель. Полученные растения клюквы после сокультивирования с O. maius высаживают в стерильный или нестерильный грунт для адаптации к условиям ex vitro.

Краткое описание чертежей:

На фиг. 1 представлена диаграмма, отражающая увеличение длины побега растений клюквы сорта «Бен Лир» с корневой системой, заселенной микромицетом O. maius, по сравнению с растениями клюквы сорта «Бен Лир» с корневой системой, не заселенной симбиотическими микромицетами, на 22 неделе культивирования растений ex vitro. * - различия статистически значимы при р<0,05.

На фиг. 2 представлена диаграмма, отражающая увеличение сырой массы побега растений клюквы сорта «Бен Лир» с корневой системой, заселенной микромицетом O. maius, по сравнению с растениями клюквы сорта «Бен Лир» с корневой системой, не заселенной симбиотическими микромицетами, на 22 неделе культивирования растений ex vitro. * - различия статистически значимы при р<0,05.

На фиг. 3 представлена диаграмма, отражающая увеличение сухой массы побега растений клюквы сорта «Бен Лир» с корневой системой, заселенной микромицетом O. maius, по сравнению с растениями клюквы сорта «Бен Лир» с корневой системой, не заселенной симбиотическими микромицетами, на 22 неделе культивирования растений ex vitro. * - различия статистически значимы при р<0,05.

На фиг. 4 представлена диаграмма, отражающая увеличение длины корней у растений клюквы сорта «Ховес» с корневой системой, заселенной микромицетом O. maius, по сравнению с растениями клюквы сорта «Ховес» с корневой системой, не заселенной симбиотическими микромицетами, на 22 неделе культивирования растений ex vitro. * - различия статистически значимы при р<0,05.

На фиг. 5 представлена диаграмма, отражающая увеличение количества боковых корней у растений клюквы сорта «Ховес» с корневой системой, заселенной микромицетом O. maius, по сравнению с растениями клюквы сорта «Ховес» с корневой системой, не заселенной симбиотическими микромицетами, на 22 неделе культивирования растений ex vitro. * - различия статистически значимы при р<0,05.

Предлагаемый способ осуществляют следующим образом.

Сначала готовят питательную среду Андерсона (Anderson, W.S. Tissue culture propagation of red and black raspberry, Rubus idaeus and Rubus occidentalis/ W.S. Anderson / Acta Horticulturae. - 1980. - V. 112. - P. 13-20) или ее модификации (табл. 1), без или с регуляторами роста растений при нагревании.

Таблица 1 Состав питательной среды Андерсона для культивирования клюквы Компоненты Содержание, мг/л Сахароза 30000 Агар 8000 NH₄NO₃ 200 KNO₃ 240 KH₂PO₄ 165 CaCl₂∙2 H₂O 166 MgSO₄∙7 H₂O 90,35 MnSO₄∙4 H₂O 8,45 H₃BO₃ 3,1 CoCl₂∙6 H₂O 0,025 CuSO₄∙5 H₂O 0,0125 Na₂ЭДТА 37,25 FeSO₄∙7 H₂O 27,85 Na₂MoO₄∙2 H₂O 0,125 KJ 0,15 ZnSO₄∙7 H₂O 4,3 Аденинсульфат 80 Мезоинозит 100 Тиамин∙HCl (B₁) 0,4

Доводят рН питательной среды до 4.9-5.1. Кислое значение рН предпочтительнее для растений семейства Вересковые (в т.ч. клюквы), однако при изменении рН ниже указанного диапазона питательная среда плохо застывает и становится непригодна для совместного культивирования клюквы и O. maius. Приготовленную питательную среду разливают по культуральным сосудам, закрывают фольгой и автоклавируют. В стерильных условиях микрочеренки или микрорастения клюквы помещают в культуральные сосуды с питательной средой Андерсона, культуральные сосуды стерильно закрывают и хранят на стеллажах с подсветкой до появления корней. При появлении корней в культуральные сосуды стерильно вносят кусочки твердой питательной среды с мицелием микромицета O. maius, после этого микрорастения клюквы сокультивируют с микромицетом O. maius в течение 5 недель. Сокультивирование клюквы и O. maius проводят при фотопериоде 16/8 часов (свет/темнота) и температуре 15-30°C.

Ниже представлены примеры конкретного осуществления изобретения.

Пример 1.

Питательную среду Андерсона готовят при нагревании. При этом витамины и аденин добавляют в последнюю очередь. Затем доводят рН питательной среды до 4.9-5.1. Питательную среду разливают по культуральным сосудам, закрывают фольгой и автоклавируют 30 минут при 118°C в стерилизаторе паровом ВК-75-01 (ТЗМОИ, Россия). В стерильных условиях микрорастения клюквы крупноплодной сорта «Бен Лир» длиной 2 см помещают в культуральные сосуды с питательной средой Андерсона, культуральные сосуды стерильно закрывают и хранят на стеллажах с подсветкой до появления корней в течение 2-3 недель. Готовят картофельно-декстрозный агар: 200 г очищенного и нарезанного картофеля кипятят в 1 л воды в течение 1 часа, остужают, фильтруют через ватно-марлевый фильтр, доводят объем до 1 л, добавляют 20 г агара и 20 г глюкозы, доводят pH до 6.5-7.0, автоклавируют при 121°C 15 мин, сразу после автоклавирования разливают в чашки Петри. Микромицет O. maius штамма ВКМ F-3860 высевают на приготовленный картофельно-декстрозный агар в чашках Петри и культивируют при естественном освещении и температуре 22°C. При появлении корней у микрорастений клюквы в культуральные сосуды к ним стерильно вносят кусочки твердой питательной среды картофельно-декстрозного агара размером 2×2×4 мм с мицелием микромицета O. maius штамма ВКМ F-3860, после этого микрорастения клюквы сокультивируют с микромицетом в течение 5 недель. Сокультивирование клюквы и O. maius проводят при фотопериоде 16/8 часов (свет/темнота), освещении 3000 люкс и температуре 23°C.

Пример 2.

Питательную среду Андерсона готовят при нагревании. При этом витамины, и аденин добавляют в последнюю очередь. Затем доводят рН питательной среды до 4.9-5.1. Питательную среду разливают по культуральным сосудам, закрывают фольгой и автоклавируют 30 минут при 120°C в стерилизаторе паровом ВК-75-01 (ТЗМОИ, Россия). В стерильных условиях микрочеренки клюквы крупноплодной сорта «Ховес» с 2 листочками помещают в культуральные сосуды с питательной средой Андерсона, культуральные сосуды стерильно закрывают и хранят на стеллажах с подсветкой до появления корней в течение 3-5 недель. Готовят картофельно-декстрозный агар: 200 г очищенного и нарезанного картофеля кипятят в 1 л воды в течение 1 часа, остужают, фильтруют через ватно-марлевый фильтр, доводят объем до 1 л, добавляют 20 г агара и 20 г глюкозы, доводят pH до 6.5-7.0, автоклавируют при 121°C 15 мин, сразу после автоклавирования разливают в пробирки. Микромицет O. maius штамма ВКМ F-3860 высевают на приготовленный скошенный картофельно-декстрозный агар в пробирках и культивируют при естественном освещении и температуре 22°C. На стадии спороношения O. maius штамма ВКМ F-3860 на скошенном агаре в пробирку добавляют 5 мл стерильной воды и взбалтывают. При появлении корней у растений клюквы крупноплодной сорта «Ховес» на поверхность среды в культуральные сосуды стерильно вносят полученную суспензию спор O. maius штамма ВКМ F-3860, после этого микрорастения клюквы сокультивируют с микромицетом в течение 5 недель. Сокультивирование клюквы и O. maius проводят при фотопериоде 16/8 часов (свет/темнота), освещении 3000 люкс и температуре 25°C.

Полученные растения клюквы характеризуются наличием микоризы, образованной O. maius. В таблице 2 приведены показатели степени микоризной колонизации растений клюквы крупноплодной сорта «Бен Лир» (согласно Примеру 1) и «Ховес» (согласно Примеру 2). Подготовку препаратов для оценки степени микоризной колонизации осуществляют путем выбора случайных растений с подселенным микромицетом O. maius. Корни отмывают от питательной среды, после чего помещают в 10% раствор КОН на 30 минут при +90°С. Затем корни отмывают от КОН, погружая их в дистиллированную воду на 2 часа. Затем корни окрашивают в лактоглицериновом растворе (13 мл 85% молочной кислоты, 9,5 мл 99% глицерина, 9,3 мл деионизированной воды), содержащем 0,05% трипанового синего, оставляя их на ночь. Вынув из красителя, корни промывают лактоглицерином и оставляют в нем до определения колонизации (Scagel C.F., Wagner A., Winiarski P. Frequency and intensity of root colonization by ericoid mycorrhizal fungi in nursery production of blueberry plants //small fruits review. - 2005. - V. 4. - №. 4. - Р. 95-112). Оценку заселения корневой системы проводят, оценивая 3 параметра: частота микоризы в корневой системе (F%), интенсивность микоризной колонизации корневой системы (M%), интенсивность микоризной колонизации корневых фрагментов (m%). Для этого используют 15 фрагментов корней длиной 1 см, расположенных на одном стекле. С помощью микроскопа каждый фрагмент оценивают по специализированной шкале классов (Trouvelot A., Kough J.L., Gianinazzi-Pearson V. Estimation of vesicular arbuscular mycorrhizal infection levels. Research for methods having a functional significance // Physiological and genetical aspects of mycorrhizae= Aspects physiologiques et genetiques des mycorhizes: proceedings of the 1st European Symposium on Mycorrhizae, Dijon, 1-5 July 1985. - Paris: Institut national de le recherche agronomique, 1986). Эти классы дают возможность быстрой оценки уровня микоризной колонизации каждого фрагмента. Частота микоризы в корневой системе (F%), интенсивность микоризной колонизации корневой системы (M%), интенсивность микоризной колонизации корневых фрагментов (m%) рассчитывают по формулам:

F% = (число фрагментов с микоризой / общее число фрагментов) * 100,

М% = (95n5 + 70n4 + 30n3 + 5n2 + n1) / общее число фрагментов, где n5 = количество фрагментов с баллом 5; n4 = количество фрагментов с баллом 4 и т.д.),

m% = М * (общее число фрагментов) / число фрагментов с микоризой (Trouvelot A., Kough J. L., Gianinazzi-Pearson V. Estimation of vesicular arbuscular mycorrhizal infection levels. Research for methods having a functional significance // Physiological and genetical aspects of mycorrhizae= Aspects physiologiques et genetiques des mycorhizes: proceedings of the 1st European Symposium on Mycorrhizae, Dijon, 1-5 July 1985. - Paris: Institut national de le recherche agronomique, 1986).

Таблица 2 Показатели степени микоризной колонизации растений клюквы крупноплодной сортов «Бен Лир» и «Ховес» Сорт клюквы Частота микоризы в корневой системе (F%) Интенсивность микоризной колонизации корневой системы (M%) Интенсивность микоризной колонизации корневых фрагментов (m%) «Бен Лир» 20 13,7 68,7 «Ховес» 22 14,3 64,8

Для определения влияния данного способа заселения корней клюквы микромицетом O.maius на развитие растений растения клюквы с заселенной корневой системой высаживали в нестерильный грунт для адаптации к условиям ex vitro и через 22 недели культивирования ex vitro измеряли морфометрические показатели: длину корней, количество боковых корней, длину побегов, количество веток растений, сырую массу побега, сырую массу корня, сухую массу побега и сухую массу корня. У растений клюквы сорта «Бен Лир», с заселенной корневой системой O. maius (согласно Примеру 1), происходит увеличение длины побега на 82,4% (фиг. 1) и увеличение сырой массы побегов растений в 2,3 раза (фиг. 2) и увеличение сухой массы в 3,6 раза (фиг. 3) по сравнению с растениями клюквы сорта «Бен Лир», корневая система которых не была заселена симбиотическими микромицетами. У растений клюквы сорта «Ховес» с корневой системой, заселенной O. maius (согласно Примеру 2), происходит увеличение длины корневой системы на 58,5% и увеличение боковых корней в среднем на 3 боковых корня по сравнению с растениями сорта «Ховес», корневая система которых не была заселена симбиотическими микромицетами.

Таким образом, предлагаемое изобретение обеспечивает заселение корневой системы микроклонально размноженной клюквы симбиотическим микромицетом O. maius на ранних стадиях развития корней растений клюквы, и в зависимости от генотипа клюквы оказывает положительное влияние на развитие побега или корневой системы клюквы.

Изобретение относится к области биотехнологии. Изобретение представляет собой способ заселения корней растений клюквы in vitro микромицетом Oidiodendron maius, включающий приготовление питательной среды Андерсона, или её модификации, без или с регуляторами роста растений при нагревании, в дальнейшем эту среду разливают по культуральным сосудам, закрывают и автоклавируют, на полученной среде культивируют микрорастения клюквы до формирования корневой системы, стерильно вносят кусочки твердой питательной среды с мицелием микромицета Oidiodendron maius, после этого микрорастения клюквы сокультивируют с микромицетом Oidiodendron maius in vitro в течение 5 недель. Сокультивирование клюквы и Oidiodendron maius проводят при 16-часовом фотопериоде и температуре 15-30°C. Полученные растения клюквы после сокультивирования с Oidiodendron maius высаживают в стерильный или нестерильный грунт для адаптациии к условиям ex vitro. Изобретение позволяет заселить корни клюквы микромицетом Oidiodendron maius на ранних стадиях развития корней растений, размноженных методом клонального микроразмножения и увеличить морфометрические показатели растений - индикаторов ускорения их развития. 5 ил., 2 табл., 2 пр.

Способ заселения корней растений клюквы in vitro микромицетом Oidiodendron maius Barron включает приготовление питательной среды Андерсона, или её модификации, без или с регуляторами роста растений при нагревании, в дальнейшем эту среду разливают по культуральным сосудам, закрывают сосуды и автоклавируют, на полученной среде культивируют микрорастения клюквы до формирования корневой системы, стерильно вносят кусочки твердой питательной среды с мицелием микромицета Oidiodendron maius или суспензию спор микромицета Oidiodendron maius, полученную путем добавления стерильной воды в сосуд к микромицету Oidiodendron maius на агаризованной среде на стадии спороношения, далее сокультивируют микрорастения клюквы с микромицетом Oidiodendron maius in vitro