СПОСОБ ВНУТРИВЕННОГО ЗАРАЖЕНИЯ МЫШЕЙ Российский патент 2012 года по МПК A61D3/00 

Изобретение относится к медицинской и ветеринарной микробиологии и может быть использовано для проведения внутривенного заражения мышей при научных и производственных экспериментах.

Известны способы фиксации мышей: мышь пускают по столу, придерживая ее 1 и 2 пальцами правой руки за кончик хвоста. Когда, продвигаясь в каком-либо направлении, мышь натягивает хвост, быстрым движением левой руки хватают ее за складку кожи в области затылка, ближе к ушам, чтобы она не могла поворачивать голову. Подняв мышь над столом, помощник держит ее на весу одной рукой за хвост, другой за складку кожи на затылке, несколько растягивая в положении, удобном для эксперимента.

Работать с мышами можно и без помощника, фиксируя их левой рукой: 1 и 2 пальцами левой руки животное захватывают за складку кожи в области затылка, а остальными тремя пальцами, прижав их к ладони, поддерживают хвост и кожу в области крестца, перевернув животное брюшком кверху. При таком способе фиксирования правой свободной рукой можно производить различные операции. Помимо указанных способов животных можно фиксировать при помощи специальных устройств. Однако приобрести такие устройства иногда довольно сложно и дорого (Руководство по медицинской микробиологии. Общая и санитарная микробиологии. Книга 1 / Колл. авторов // Под ред. Лабинской А.С., Волиной Е.Г. - М.: Издательство БИНОМ, 2008 г. с. 464-465).

Внутривенно заражение мышей проводят в боковую вену хвоста. Непосредственно перед введением материала хвост животного, чтобы вызвать гиперемию сосудов, помещают в сосуд с водой, подогретой до 50°С, смазывают ксилолом или толуолом. После того как сосуды заметно набухают, корень хвоста сдавливают пальцами. Для введения материала пользуются туберкулиновыми иглами. При введении иглы в вену шприц держат под острым углом, почти параллельно оси хвоста. Иглу поворачивают отверстием наружу. Корень хвоста перестают сдавливать. Взрослым белым мышам допускается вводить до 0,5 мл жидкости (Руководство по медицинской микробиологии. Общая и санитарная микробиологии. Книга 1 / Колл. авторов // Под ред. Лабинской А.С., Волиной Е.Г. - М.: Издательство БИНОМ, 2008 г. с.464-465).

Эти способы имеют ряд недостатков, а именно существует большая вероятность укусов, царапин и других травм для сотрудников при работе с мышами, особенно при их внутривенном заражении. Кроме того, часто возникает опасность, что во время неудачной фиксации, в момент заражения, животное вырывается и игла шприца с инфекционным материалом попадает в руку сотрудника. При этом возникает большая вероятность заражения. Использование туберкулиновых игл требует дополнительного ухода: необходимо их чистить мандреном, обрабатывать дезинфицирующим раствором после применения, стерилизовать перед применением.

Целью изобретения является применение простого и доступного способа проведения внутривенного заражения мышей, профилактика травматизма сотрудников и животного, исключение заражения сотрудников инфицированным материалом при внутривенном заражении мышей, сокращение времени на проведение заражения.

Поставленная цель достигается тем, что животное надежно фиксируется при помощи бикса (коробка стерилизационная №3), корнцанга прямого, на концах которого надеты резиновые трубки, анатомического пинцета и для введения инфицированного материала используют одноразовые инсулиновые шприцы, чем обеспечивается предотвращение контаминации инструментария и сокращение времени на обработку шприцов.

Способ заключается в том, что непосредственно перед введением материала хвост животного, чтобы вызвать гиперемию сосудов, помещают в сосуд с водой, подогретой до 50°С, смазывают ксилолом или толуолом. После этого мышь помещают в бикс (коробка стерилизационная №3), в отверстие стенки бикса проталкивают хвост и с наружной стороны зажимают корнцангом прямым (чтобы пережать хвостовые вены), на концы которого надеты резиновые трубки. После того как сосуды заметно набухают, в вену хвоста вводят иглу от одноразового инсулинового шприца, под острым углом, почти параллельно оси хвоста. Кончик хвоста мыши фиксируют анатомическим пинцетом, корнцанг удаляют и одноразовым инсулиновым шприцом объемом до 1 мл вводят в вену инфицированный материал объемом до 0,5 мл. При этом шприц держат под острым углом, отверстием иглы наружу.

Сравнительная оценка разных способов фиксации мышей № Название способа фиксации Количество зараженных животных, гол. Время, затраченное на заражение мышей, мин Всего Неудачно Всего На заражение 1 головы голов % голов % 1. Традиционный способ (фиксация руками) 60 100 21 35 240 4 2. Предлагаемый способ 60 100 0 0 120 2

Традиционный способ фиксации мышей при внутривенном заражении характеризуется трудоемкостью и существенной потерей времени. Кроме того, при попытке внутривенно заразить инфицированным материалом, 21 мыши (35%) удалось либо вырваться, либо препятствовать заражению (мыши извивались, двигались, тем самым препятствовали введению иглы в вену хвоста).

Мы предлагаем простой способ внутривенного заражения мышей, при котором животное не имеет возможности контактировать с руками персонала, а сотрудники могут беспрепятственно проводить необходимые манипуляции при внутривенном заражении мышей. Технико-экономическая эффективность повышается в 2 раза и более, что выражается в надежной фиксации, сокращении времени на фиксацию и заражение мышей, профилактике травматизма сотрудника и животного, а также исключении заражения сотрудника инфицированным материалом при внутривенном заражении мышей. Применение одноразовых инсулиновых шприцов обеспечивает предотвращение контаминации инструментария и сокращение времени на обработку шприцов.

Изобретение относится к медицинской и ветеринарной микробиологии и может быть использовано для проведения внутривенного заражения мышей. Способ заключается в том, что непосредственно перед введением материала хвост животного, для возможности образования гиперемии сосудов, помещают в сосуд с водой, подогретой до 50°С, и смазывают ксилолом. После этого мышь помещают в бикс, в стенке которого выполнено отверстие, в которое проталкивают хвост и зажимают его с наружной стороны корнцангом прямым с резиновыми трубками на концах. После того как сосуды набухают, в вену, под острым углом, почти параллельно оси хвоста, вводят иглу от одноразового инсулинового шприца, а кончик хвоста фиксируют анатомическим пинцетом, после чего корнцанг удаляют и одноразовым инсулиновым шприцом вводят инфицированный материал в вену, в количестве до 0,5 мл, при этом шприц держат под острым углом, отверстием иглы наружу. Способ позволяет надежно зафиксировать животное, сократить время на фиксацию и заражение мышей в 2 раза и более, профилактировать травматизм сотрудников и животного, а также исключить заражение сотрудников инфицированным материалом при внутривенном заражении мышей. 1 табл.

Способ внутривенного заражения мышей, характеризующийся тем, что непосредственно перед введением инфицированного материала хвост животного, для возможности образования гиперемии сосудов, помещают в сосуд с водой, подогретой до 50°С, смазывают ксилолом, затем мышь помещают в бикс, в стенке которого выполнено отверстие, в которое проталкивают хвост и зажимают его с наружной стороны корнцангом прямым, на концы которого надеты резиновые трубки, после того, как сосуды набухают, в вену, под острым углом, почти параллельно оси хвоста, вводят иглу от одноразового инсулинового шприца, а кончик хвоста фиксируют анатомическим пинцетом, после чего корнцанг удаляют и одноразовым инсулиновым шприцем вводят инфицированный материал в вену, в количестве до 0,5 мл, при этом шприц держат под острым углом, отверстием иглы наружу.