СПОСОБ ОПРЕДЕЛЕНИЯ КОЛОНИЗАЦИОННОЙ РЕЗИСТЕНТНОСТИ ЭКОЛОГИЧЕСКОЙ НИШИ ТЕЛА ЧЕЛОВЕКА Российский патент 2001 года по МПК C12Q1/04 C12Q1/14 

Изобретение относится к медицинской микробиологии и может быть использовано для ранней диагностики дисбиотических состояний.

Экологической нишей тела человека называют микрообъем, характеризующийся определенными параметрами (тип и концентрация питательных веществ, pH, окислительно-восстановительный потенциал, температура и активность воды [1] ). У человека выделяют следующие экологические ниши: носовая полость, ротовая полость, желудочно-кишечный тракт, урогенитальный тракт и т.д. Микрофлору человека рассматривают как совокупность множества микробиоценозов, занимающих многочисленные экологические ниши на коже и слизистых полостях макроорганизма. В любом микробиоценозе всегда имеются постоянно обитающие виды микроорганизмов - автохтонная микрофлора, а также транзиторные (случайные виды) - аллохтонная микрофлора [2].

Под колонизационной резистентностью (КР) экологической ниши понимают барьерный эффект автохтонной микрофлоры против аллохтонных и патогенных видов бактерий [3].

КР реализуется, в частности, за счет антагонистической активности бактерий- симбионтов [4].

Известен способ определения колонизационной резистентности, основанный на выявлении антагонистической активности фекалий по отношению к условно-патогенным микроорганизмам [5].

Однако данный способ имеет ряд существенных недостатков. Известно, что наряду с антагонистически активными веществами микробного происхождения в фекалиях содержатся вещества, подавляющие рост бактерий, организменного происхождения, в частности желчные кислоты [6, 7], лактоферрин [8], лизоцим [9] и др., что может влиять на достоверность определения колонизационной резистентности исследуемой экологической ниши человека.

Также недостатком вышеуказанного способа является то, что КР определяется по наличию карбоновых кислот микробного происхождения, однако известно, что антагонистической активностью к аллохтонным микроорганизмам обладают не только карбоновые кислоты, но и другие вещества, продуцируемые микроорганизмами: лизоцим [10] , бактериоцины [11] и др., что не учитывается в данном способе.

Наиболее близким к заявляемому способу по назначению и совокупности существенных признаков является способ оценки колонизационной резистентности экологической ниши тела человека, заключающийся в микробиологическом определении видового и количественного состава микроорганизмов, присутствующих в исследуемом биоматериале [12]. Для определения качественного и количественного состава микроорганизмов, присутствующих в биоматериале, проводят посев его на селективные питательные среды и выделяют чистые культуры микроорганизмов. Колонизационную резистентность экологической ниши тела человека определяют по количеству различных представителей автохтонной и условно-патогенной микрофлоры.

Однако известный способ имеет ряд существенных недостатков.

Недостатком данного способа является то, что колонизационную резистентность определяют по наличию или отсутствию условно-патогенных микроорганизмов (УПМ). В то время как известно, что ряд УПМ являются частью автохтонной микрофлоры [13] , а некоторые штаммы УПМ используются в производстве пробиотиков для коррекции дисбиозов [14].

Также в известном способе не учитывается то, что при содержании автохтонной микрофлоры, соответствующем критериям эубиоза, может снижаться ее антагонистическая активность [15], направленная на подавление патогенных и условно-патогенных микроорганизмов за счет продукции перекиси водорода [16], бактериоцинов [11], органических кислот [17] и др., что ведет к снижению колонизационной резистентности экологической ниши и развитию патологического процесса [16].

Заявляемый способ решает задачу повышения достоверности определения колонизационной резистентности экологической ниши тела человека.

Для решения указанной задачи в заявляемом способе определения колонизационной резистентности экологической ниши тела человека осуществляют взятие исследуемого материала, посев его на селективные питательные среды, выделение чистых культур микроорганизмов и определение их видового и количественного состава. Далее выделенные штаммы автохтонной микрофлоры выращивают в жидкой питательной среде, обрабатывают хлороформом, отделяют супернатант и добавляют последний к взвеси патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов, параллельно готовят контрольные пробы из взвесей патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов и жидкой питательной среды, опытные и контрольные пробы инкубируют, затем добавляют во все пробы жидкую питательную среду, вновь инкубируют, замеряют оптические плотности опытных и контрольных проб и по изменению роста патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов в опытных пробах по сравнению с контрольными судят о наличии или отсутствии колонизационной резистентности экологической ниши.

Новым в заявляемом способе является то, что выделенные штаммы автохтонной микрофлоры выращивают в жидкой питательной среде, обрабатывают хлороформом, отделяют супернатант и добавляют последний к взвеси патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов, параллельно готовят контрольные пробы из взвесей патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов и жидкой питательной среды, опытные и контрольные пробы инкубируют, затем добавляют во все пробы жидкую питательную среду, вновь инкубируют, замеряют оптические плотности опытных и контрольных проб и по изменению роста патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов в опытных пробах по сравнению с контрольными судят о наличии или отсутствии колонизационной резистентности экологической ниши.

Достигаемый при осуществлении изобретения технический результат состоит в том, что заявляемый способ определения колонизационной резистентности экологической ниши тела человека позволяет, оценив качественные характеристики представителей автохтонной микрофлоры, в частности продукцию ими различных секретируемых антагонистически активных веществ, повысить достоверность определения колонизационной резистентности экологической ниши тела человека.

В качестве тестируемых штаммов микроорганизмов при определении колонизационной резистентности могут использоваться любые штаммы патогенных и условно-патогенных микроорганизмов [5], по отношению к которым ставится цель определить наличие или отсутствие КР. В частности, авторами при определении КР экониш тела человека были использованы штаммы Staphylococcus aureus 6538Р (депонирован в ГИСК им. Л.А.Тарасевича под N 201108) и Escherichia coli К12 (депонирован в ГИСК им. Л.А.Тарасевича под N 240367) [18], как наиболее характерные виды патогенных и условно-патогенных микроорганизмов, обитающих в экологических нишах тела человека.

Известно использование штаммов S. aureus 6538Р и Е.coli К12 для определения антибактериальной активности различных биологически активных веществ [18] . Вместе с тем, S.aureus и E.coli являются этиологическими агентами воспалительных заболеваний и дисбиотических состояний [19].

Для определения влияния антагонистически активных веществ, секретируемых представителями автохтонной микрофлоры на рост патогенных и условно-патогенных микроорганизмов, авторы проводили следующий эксперимент.

Из различных экологических ниш тела человека были выделены чистые культуры микроорганизмов - представителей автохтонной микрофлоры (лактобациллы, коринебактерии, энтерококки, стафилококки).

Клинические штаммы представителей автохтонной микрофлоры выращивали в жидкой питательной среде, обрабатывали хлороформом, отделяли супернатанты, добавляли их к взвесям S. aureus и E.coli, в контрольные пробы вместо супернатантов к взвесям S.aureus и E.coli добавляли жидкую питательную среду, используемую для культивирования исследуемых штаммов автохтонной микрофлоры. Опытные и контрольные пробы инкубировали 40-60 мин при 37^oC, добавляли питательный бульон, инкубировали 18-24 ч при 37^oC и замеряли оптические плотности выросших штаммов.

Результаты опытов представлены в табл. 1 и 2.

Как видно из таблиц 1 и 2, микроорганизмы - представители автохтонной микрофлоры, оказывают разнонаправленное действие на рост штаммов патогенных и условно-патогенных микроорганизмов S.aureus 6538Р и E.coli К12, которое проявляется в ингибировании их роста, его стимулировании или индифферентном влиянии.

Авторами экспериментально установлено, что ингибирующее влияние антагонистически активных веществ, секретируемых представителями автохтонной микрофлоры на рост патогенных и условно-патогенных микроорганизмов, свидетельствует о наличии колонизационной резистентности экониши тела человека к заселению патогенными и/или условно-патогенными микроорганизмами.

Данные были получены при оценке колонизационной резистентности репродуктивного тракта женщин (влагалище, n=10). У 10 женщин при профилактическом осмотре из заднего свода влагалища осуществили забор вагинального секрета. Исследуемый материал засеяли на MRS- агар. Через 48 ч инкубации в микроаэрофильных условиях при 37^oC определили количественный состав лактобацилл, являющихся представителями автохтонной микрофлоры влагалища.

Далее оценивали влияние веществ, секретируемых лактобациллами, на рост штамма S.aureus 6538Р согласно заявляемому способу. Через 10 дней проводили повторное бактериологическое исследование вагинальной микрофлоры. Результаты исследований представлены в таблице 3.

Как видно из таблицы 3, при наличии ингибирующего влияния секретируемых антагонистически активных веществ представителями автохтонной микрофлоры влагалища (лактобациллы) на рост S.aureus 6538Р, что согласно заявляемому способу интерпретируется как наличие колонизационной резистентности исследуемой экологической ниши, при повторном бактериологическом исследовании через 10 дней не наблюдалось изменений видового состава вагинальной микрофлоры (п/п N 1, 5, 6 и 10).

Напротив, индифферентное или стимулирующее влияние автохтонной микрофлоры на рост патогенного микроорганизма указывает на отсутствие препятствия к заселению экологической ниши чужеродными микроорганизмами (п/п N 2, 3, 4, 7, 8 и 9) и, следовательно, на отсутствие колонизационной резистентности.

Таким образом, авторами экспериментально подтверждено, что ингибирующий эффект внеклеточных продуктов жизнедеятельности представителей автохтонной микрофлоры на рост патогенных и условно-патогенных микроорганизмов свидетельствует о способности микроорганизмов - представителей автохтонной микрофлоры противостоять заселению чужеродными микроорганизмами занимаемой экологической ниши, что обеспечивает колонизационную резистентность последней.

Авторами были проведены исследования для сравнения достоверности определения колонизационной резистентности экологической ниши по заявляемому способу и способу-прототипу. Результаты исследований приведены в таблице 4.

Как видно из таблицы 4, количественное содержание лактобацилл - представителей автохтонной микрофлоры у всех обследуемых соответствует эубиозу, что согласно способу- прототипу характеризуется как наличие колонизационной резистентности экологической ниши. Однако при определении колонизационной резистентности согласно заявляемому способу было выявлено отсутствие колонизационной резистентности исследуемой ниши (влагалище) у 6 обследуемых по отношению к S.aureus.

Таким образом, применение заявляемого способа позволяет более достоверно определить наличие или отсутствие колонизационной резистентности экологической ниши человека.

Способ осуществляется следующим образом.

У обследуемых лиц осуществляется взятие исследуемого материала из конкретной экологической ниши (носоглотка, уретра, влагалище, кишечник и др.) и его посев на селективные питательные среды. Количественное содержание отдельных представителей микрофлоры определяют по известному методу [20]. Штаммы бактерий идентифицируют общепринятыми методами [21]. Бактериальную массу исследуемых штаммов микроорганизмов-представителей автохтонной микрофлоры стандартной бактериологической петлей засевают в 3 мл жидкой питательной среды (для каждого вида микроорганизмов используют соответствующий тип питательной среды) и культивируют при 37^oC 24-76 ч. Выросшие культуры обрабатывают хлороформом (0,1 мл на пробу) в течение 40-60 мин. Супернатант отделяют от клеток центрифугированием 15 мин при 3000g. Полученные супернатанты исследуемых штаммов вносят в пробирки в количестве 0,4 мл к 0,1 мл 10⁹/мл взвесей суточных культур патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов. В качестве контрольных проб к 0,1 мл взвесей патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов - симбионтов (или при их отсутствии - тест- штаммов, выбранных произвольно) добавляют 0,4 мл жидкой питательной среды, используемой для культивирования каждого из исследуемых штаммов микроорганизмов - представителей автохтонной микрофлоры. Опытные и контрольные пробы инкубируют в течение 1 ч при 37^oC. После инкубирования в каждую пробу добавляют по 2,5 мл жидкой питательной среды и инкубируют при температуре 37^oC 18- 24 ч. Измеряют оптические плотности выросших культур опытных и контрольных проб на спектрофотометре СФ- 46 (длина волны 540 нм) и по изменению роста патогенных и/или аллохтонных условно- патогенных микроорганизмов в опытных пробах по сравнению с контрольными судят о наличии или отсутствии КР экологической ниши.

Примеры конкретного выполнения.

Пример 1. У здоровой женщины М., 34 лет при профилактическом осмотре был осуществлен забор вагинального секрета из заднего свода влагалища. Исследуемый материал был методом секторных посевов засеян на селективные питательные среды: MRS-агар, 20% сывороточный агар. Через 48 ч инкубации в микроаэрофильных условиях при 37^oC были выделены чистые культуры микроорганизмов, которые по совокупности морфологических, тинкториальных и биохимических свойств были идентифицированы как Lactobacillus spp. (ПМО - 10⁶ КОЕ/мл), Corynebacterium minutissimum (ПМО - 10⁴ КОЕ/мл), Enterococcus faecalis (ПМО - 5х10⁴ КОЕ/мл). Поскольку в результате бактериологического исследования не были выделены патогенные и аллохтонные условно-патогенные микроорганизмы-симбионты, в качестве тест-штаммов для определения КР влагалища были взяты штаммы S.aureus 6538Р и E.coli К12.

С целью определения колонизационной резистентности влагалища М. выделенные штаммы Lactobacillus spp., Corynebacterium minutissimum, Enterococcus faecalis засеяли стандартной бактериологической петлей в 3 мл жидкой питательной среды (MRS-бульон для лактобацилл и мясопептонный бульон (МПБ) для C. minutissimum и E. faecalis) и культивировали при 37^oC 48 ч. Выросшие бульонные культуры бактерий обработали хлороформом (0,1 мл на пробу) в течение 40-60 мин.

Супернатант отделили от бактериальных клеток центрифугированием 3000g в течение 15 мин.

Из суточных агаровых культур S.aureus 6538Р и E.coli К12 на 0,89% стерильном растворе натрия хлорида приготовили взвеси, содержащие 10⁹/мл клеток.

Для опыта взяли:
1. 0,4 мл супернатанта Lactobacillus spp. и добавили 0,1 мл 10⁹/мл взвеси штамма S.aureus 6538Р.

2. 0,4 мл супернатанта Lactobacillus spp. и добавили 0,1 мл 10⁹/мл взвеси штамма E.coli К12.

3. 0,4 мл супернатанта C. minutissimum и добавили 0,1 мл 10⁹/мл взвеси штамма S.aureus 6538Р.

4. 0,4 мл супернатанта C.minutissimum и добавили 0,1 мл 10⁹/мл взвеси штамма E.coli К12.

5. 0,4 мл супернатанта E.faecalis и добавили 0,1 мл 10⁹/мл взвеси штамма S.aureus 6538Р.

6. 0,4 мл супернатанта E.faecalis и добавили 0,1 мл 10⁹/мл взвеси штамма E.coli К12.

Параллельно готовили контрольные пробы:
1. К 0,1мл 10⁹/мл взвеси штамма S.aureus 6538Р добавили 0,4 мл МПБ, обработанного хлороформом (0,1 мл на пробу).

2. К 0,1 мл 10⁹/мл взвеси штамма E.coli К12 добавили 0,4 мл МПБ, обработанного хлороформом (0,1 мл на пробу).

3. К 0,1мл 10⁹/мл взвеси штамма S.aureus 6538Р добавили 0,4 мл MRS-бульона, обработанного хлороформом (0,1 мл на пробу).

4. К 0,1 мл 10⁹/мл взвеси штамма E.coli К12 добавили 0,4 мл MRS-бульона, обработанного хлороформом (0,1 мл на пробу).

Смеси инкубировали 40-60 мин при 37^oC. После этого во все смеси добавили по 2,5 мл жидкой питательной среды и инкубировали 24 ч при 37^oC. После инкубации у опытных и контрольных проб замерили оптические плотности на спектрофотометре СФ-46 (длина волны 540 нм, щель 0,5 нм, фиолетовый светофильтр).

Были получены следующие значения оптических плотностей:
Для S.aureus 6538Р:
OD (Lactobacillus spp.) - 0,45
OD (E.faecalis) - 0,68
OD (C.minutissimum) - 0,55
OD (контроль - МПБ) - 0,68
OD (контроль - MRS-бульон) - 0,55
Для E.coli К12:
OD (Lactobacillus spp.) - 0,33
OD (E.faecalis) - 1,11
OD (C.minutissimum) - 0,75
OD (контроль - МПБ) - 1,10
OD (контроль - MRS-бульон) - 0,85
Таким образом, на основании того, что было выявлено количество представителей нормофлоры, соответствующее критериям эубиоза, и внеклеточные вещества Lactobacillus spp. и C.minutissimum подавляли рост S.aureus 6538Р и E. coli К12, а внеклеточные вещества E.faecalis не оказывали ингубирующего влияния на рост S.aureus 6538Р и E.coli К12, был сделан вывод о наличии КР влагалища М. по отношению к S.aureus 6538Р и E.coli К12, опосредуемой Lactobacillus spp. и C.minutissimum.

Пример 2. У здоровой женщины С., 25 лет при профилактическом осмотре был тампоном осуществлен забор исследуемого материала из заднего свода влагалища. Исследуемый материал был методом секторных посевов засеян на селективные питательные среды: MRS-агар, 20% сывороточный агар. Через 48 ч инкубации в микроаэрофильных условиях при 37^oC были выделены чистые культуры микроорганизмов, которые по совокупности морфологических, тинкториальных и биохимических свойств были идентифицированы как Lactobacillus spp. (ПМО - 10⁵ КОЕ/мл), Staphylococcus aureus (ПМО - 10⁵ КОЕ/мл). Поскольку в результате бактериологического исследования был выделен патогенный микроорганизм- симбионт, в качестве тест-штамма был выбран выделенный штамм S.aureus. Определение КР влагалища С. по отношению к выделенному штамму S.aureus было осуществлено согласно заявляемому способу.

Были получены следующие значения оптических плотностей:
Для S.aureus:
OD (Lactobacillus spp.) - 0,75
OD (контроль - MRS-бульон) - 0,58
Таким образом, несмотря на то, что в результате исследования было выявлено количество представителей нормофлоры, соответствующее критериям эубиоза, установлено, что внеклеточные вещества Lactobacillus spp. стимулировали рост S. aureus. На основании полученных данных сделан вывод об отсутствии КР влагалища С. по отношению S.aureus.

Пример 3. У больного К., 28 лет с диагнозом "хронический негонококковый уретрит" был тампоном осуществлен забор исследуемого материала из уретры. Исследуемый материал был методом секторных посевов засеян на селективные питательные среды: MRS-агар, 20% сывороточный агар. Через 48 ч инкубации в микроаэрофильных условиях при 37^oC были выделены чистые культуры микроорганизмов, которые по совокупности морфологических, тинкториальных и биохимических свойств были идентифицированы как Corynebacterium genitalium (ПМО - 10⁵ КОЕ/мл), Staphylococcus aureus (ПМО - 10⁵ КОЕ/мл), Enterobacter cloacae (ПМО - 10⁴ КОЕ/мл). Поскольку в результате бактериологического исследования были выделены патогенные микроорганизмы-симбионты, в качестве тест-штаммов были выбраны выделенные штаммы S.aureus и E.cloacae. Определение КР уретры К. по отношению к выделенным штаммам S.aureus и E.cloacae было осуществлено вышеописанным способом.

Были получены следующие значения оптических плотностей:
Для S.aureus:
(OD (C.genitalium.) - 0,78
OD (контроль - МПБ) - 0,67
Для E.cloacae:
OD (C.genitalium.) - 1,27
OD (контроль - МПБ) - 1,11
Таким образом, несмотря на то, что в результате исследования было выявлено количество представителей нормофлоры (C.genitalium.), соответствующее критериям эубиоза, установлено, что внеклеточные вещества C.genitalium стимулировали рост S. aureus и E.cloacae. На основании полученных данных сделан вывод об отсутствии КР уретры К. по отношению S.aureus и E.cloacae.

Таким образом, заявляемый способ позволяет повысить достоверность определения колонизационной резистентности различных экологических ниш тела человека, что способствует повышению эффективности ранней диагностики дисбиотических состояний.

Источники информации
1. Репродуктивное здоровье/Под ред. Л.Г.Кейта, Г.С.Бергера, Д.А.Эдельмана: Пер. с англ.- М.,1988.- Т.1.-С.19.

2. Шендеров Б.А. Медицинская микробная экология и функциональное питание. T. 1: Микрофлора человека и животных и ее функции.- М.: Грантъ, 1998.- С. 11.

3. Marcotte Н., Lavoie М.С. Oral microbial ecology and the role of salivary immunoglobulinA/Microbiol. Mol Biol. Rev.-1998.-Vol.62-P.71-109.

4. Шендеров Б.А., Манвелова М.А., Степанчук Ю.Б., Скиба Н.Э. Пробиотики и функциональное питание/ Антибиотики и химиотер.- 1997. -Т.42, N 7.- С. 30-34.

5. Митрохин С.Д., Минаев В.И., Зайцева О.Н. Факторы персистенции условно-патогенных микроорганизмов при дисбактериозе желудочно-кишечного тракта // Журн. Микробиол.- 1997.- N 4.-С.84-87.

6. Srikumar T.S., Wezendonk В., van Dokkum W. Analysis of fecal bile acids and neutral steroids using gas-liquid chromatography // Ann. Nutr. Metab.- 1998.-Vol 42, N 4.-P.231-236.

7. Кучма З.Н. Действие фурагина, нистатина и леворина с желчными кислотами на вагинальную микрофлору беременных // Врачебн. дело.- 1986.- N 10.-С. 10-13.

8. Montreuil J., Spik G., Mazurier J. Transferrin superfamily/In: Glycoproteins//Eds: Montreuil J. , Vliegenthart J.F.G., Schachter H.- Elsevier Science B.V., 1997. - P.203- 242.

9. Braun О.Н., Heine W.E. The physiologic significance of Bifidobacteria and fecal lysozyme in the breast fed infant. A contribution on the the microecology of the intestine//Klin. Padiatr. - 1995. -Vol.207, N 1.-P. 14-17.

10. Усвяцов Б.Я. Лизоцимная и антилизоцимная активность патогенных кокков: Автореф. дис... д-ра мед наук.- Ленинград.-1986.

11. Егоров Н.С., Баранова И.П. Бактериоцины. Образование, свойства, применение // Антибиотики и химиотер.- 1999.- Т.44, N 6.- С.33-40.

12. Шендеров Б.А. Медицинская микробная экология и функциональное питание. Т. 1: Микрофлора человека и животных и ее функции.- М.: Гранть, 1998.- С.207- 214 (прототип).

13. Levy G. Les porteuses saines// Rev.Fr.Gynecol. et Obstet.-1988.-Vol. 84, N 3.- P.272-273.

14. Коршунов В.М. Проблема регуляции микрофлоры кишечника //Журн. Микробиол.-1995.-N 3.-С.48-55.

15. Pahlson С., Larsson P.G. The ecologically wrong vaginal lactobacilli // Med. Hypotheses.- 1991.- Vol.36. -P.126-130.

16. Hillier S.L., Krohn M.A., Klebanoff S.J., Eschenbach D.A. The relationship of hydrogen peroxide- producing lactobacilli to bacterial vaginosis and genital microflora in pregnant women // Obstet Gynecol.- 1992.- Vol.79.- N 3.-P.369-373.

17. Митрохин С. Д., Иванов А.А. Значимость отдельных карбоновых кислот фекалий в диагностике дисбактериоза// Журн. Микробиол.-1995.-N 4.-С.99-101.

18. Каталог штаммов Всесоюзного музея патогенных бактерий.-М., 1982.

19. Бухарин О.В. Персистенция патогенных бактерий.- М., 1998.- С.203-219.

20. Фельдман Ю. М. , Маханева Л.Г., Шапиро А.В., Кузьменко В.Д. Количественное определение бактерий в клинических материалах// Лаб. дело.- 1984. - N 10.- С. 616-619.

21. Bergey's Manual of Determinative Bacterilogy//Eds. J.D. Holt et al. 9-th Ed.- Vol. 1- 2.- Baltimore, 1986.

Изобретение относится к медицинской микробиологии и может быть использовано для ранней диагностики дисбиотических состояний. Способ осуществляют путем взятия исследуемого материала, посева его на селективные питательные среды, выделения чистых культур микроорганизмов и определения их видового и количественного состава. Далее выделенные штаммы автохтонной микрофлоры выращивают в жидкой питательной среде, обрабатывают хлороформом, отделяют супернатант и добавляют последний к взвеси патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов. Параллельно готовят контрольные пробы из взвесей патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов и жидкой питательной среды. Опытные и контрольные пробы инкубируют, затем добавляют во все пробы жидкую питательную среду, вновь инкубируют и замеряют оптические плотности опытных и контрольных проб. О колонизационной резистентности экологической ниши судят по изменению роста патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов в опытных пробах по сравнению с контрольными. Способ позволяет повысить достоверность определения колонизационной резистентности различных экологических ниш тела человека, что способствует повышению эффективности ранней диагностики дисбиотических состояний. 4 табл.

Способ определения колонизационной резистентности экологической ниши тела человека, включающий взятие исследуемого материала, посев его на селективные питательные среды, выделение чистых культур микроорганизмов и определение их видового и количественного состава, отличающийся тем, что выделенные штаммы автохтонной микрофлоры выращивают в жидкой питательной среде, обрабатывают хлороформом, отделяют супернатант и добавляют последний к взвеси патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов, параллельно готовят контрольные пробы из взвесей патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов и жидкой питательной среды, опытные и контрольные пробы инкубируют, затем добавляют во все пробы жидкую питательную среду, вновь инкубируют, замеряют оптические плотности опытных и контрольных проб и по изменению роста патогенных и/или аллохтонных условно-патогенных микроорганизмов в опытных пробах по сравнению с контрольными судят о наличии или отсутствии колонизационной резистентности экологической ниши.